Портал освітньо-інформаційних послуг «Студентська консультація»

  
Телефон +3 8(066) 185-39-18
Телефон +3 8(093) 202-63-01
 (066) 185-39-18
Вконтакте Студентська консультація
 studscon@gmail.com
 facebook.com/studcons

<script>

  (function(i,s,o,g,r,a,m){i['GoogleAnalyticsObject']=r;i[r]=i[r]||function(){

  (i[r].q=i[r].q||[]).push(arguments)},i[r].l=1*new Date();a=s.createElement(o),

  m=s.getElementsByTagName(o)[0];a.async=1;a.src=g;m.parentNode.insertBefore(a,m)

  })(window,document,'script','//www.google-analytics.com/analytics.js','ga');

 

  ga('create', 'UA-53007750-1', 'auto');

  ga('send', 'pageview');

 

</script>

Культуральна діагностика гонореї

Предмет: 
Тип роботи: 
Стаття
К-сть сторінок: 
4
Мова: 
Українська
Оцінка: 
Правильна організація лабораторних досліджень, їх висока якість допомагають ранній діагностиці гонореї, своєчасному лікуванню, і тим самим здійснюють умови для більш ефективної боротьби з цим захворюванням.
Основними методами лабораторної діагностики гонореї є бактеріоскопічне дослідження мазків і метод посівів. Найбільш поширеним і найбільш доступним методом є бактеріоскопія мазків. У всіх випадках, де можна поставити лабораторний діагноз на основі однієї бактеріоскопії, немає необхідності робити культуральний посів. У гострих випадках гонореї правильне бактеріологічне дослідження звичайно дає настільки характерну картину, що буває достатнім для заключної відповіді. При хронічній гонореї бактеріоскопічний метод у багатьох хворих теж дозволяє поставити заключний діагноз. Однак у тих хворих, в яких за допомогою бактеріоскопії поставити діагноз не вдається, потрібно зробити культуральний посів.
Культуральний метод має дуже велике значення, так як дозволяє виявити значну кількість хворих гонореєю і тоді, коли бактеріоскопія не дає позитивного результату навіть при повторних дослідженнях. Посіви потрібно проводити при підозрі на гонорею в осіб при відсутності гонококів у мазках, у контактів і джерел хворих гонореєю, у випадках гінекологічних захворювань для виключення гонорейної етіології, а також у тих хворих, в мазках яких бактеріоскопічно виявлені диплококи, які важко ідентифікувати, складно вирішити питання, змінені це гонококи, чи це інша кокова флора.
Гонококи в L-формі при посіві на відповідне середовище дають ріст типових гонококів. Велике значення для результатів аналізу має правильне і своєчасне взяття матеріалу на дослідження, матеріал повинен брати лікар, який лікує хворого. Одночасно з посівом і з тих же джерел ураження необхідно готувати препарати для мікроскопічного дослідження. Тільки одночасне дослідження методами бактеріоскопії і посіву дозволяє виявити найбільшу кількість хворих гонореєю.
Гонококи є надзвичайно вибагливими мікроорганізмами і для свого росту потребують виконання ряду умов:
Наявність у поживному середовищі нативного білка і вітамінів.
Реакція поживного середовища (рН 7, 4-7, 5).
Середовище повинне бути свіжовиготовленим і вологим.
Середовище не повинне довго стерилізуватися, не піддаватися продовженій дії високої температури, що призводить до руйнування речовин, які є факторами росту для гонококів (стерилізація проводиться при температурі 115°С протягом 20 хв.).
Температура термостата повинна бути постійною і не перевищувати 37°С.
Взяття матеріалу на посів повинно проводитися правильно, своєчасно.
Успішність виділення культур гонокока залежить, в першу чергу, від якості поживного середовища. Найкращим середовищем для росту гонококів при посіві матеріалу, взятого безпосередньо від хворих, є м’ясо – пептонний агар, приготовлений на кролячому бульйоні рН 7, 4-7, 5 з додаванням асцитичної рідини. Основне середовище може бути приготовлене зі свіжих бичачих сердець або з плаценти, також з додаванням нативного людського білка (асцитичної рідини, крові і т. п.). Хороший ріст гонококів при посівах від хворого можна отримати і на середовищах без людського білка. До основного середовища (м’ясо-пептонного агару) додається дріжджевий і печінковий аутолізати 1% і 2% відповідно і 10% кроляча або теляча сироватки. Вирощування гонококів потрібно проводити у пробірках або чашках Петрі, приготовлених безпосередньо перед посівом і злегка підсушених, а потім поміщених в ексікатор з 10-20% вуглекислого газу. В ексікаторі наявні умови підвищеної вологості, що також сприяє активнішому росту гонококів. Для зберігання культури краще її пересівати кожні 2-3 дні, або зберігати під стерильним вазеліновим маслом. На асцит-агарі через 24 год. гонококові колонії мають круглі, рівні краї, блискучу поверхню, прозорі, майже безбарвні.
Культура, що виросла, розрізняється за зовнішнім виглядом і за мікроскопією мазків, приготовлених і підозрюваних на гонококи колоній. В сумнівних випадках виділяють чисту культуру і діагностують її на основі зброджування цукрів, а також відсутності росту на простому агарі, що є однією з диференціально-діагностичних ознак для розрізнення гонокока і линінгокока від катарального мікроскопа й інших мікроорганізмів, також патогенних для людини, які морфологічно і тинкторіально майже нічим не відрізняються від гонококів. Всі ці мікроорганізми відрізняються один від одного місцем своєї локалізації – гонококи в матеріалі сечостатевих органів і кон’юнктиви, менінгококи в мозковій рідині, а катаральний мікрокок, головним чином, на слизовій дихальних шляхів.
Ддя відокремлення гонококів від схожих на нього мікроорганізмів можна використати такі вуглеводи: глюкозу, мальтозу і левулезу. Гонококи розкладають тільки глюкозу, менінгококи – глюкозу і мальтозу, катаральні мікрококи – жодного з цих цукрів. Дещо полегшує надходження гонококових колоній в культурі оксидазна реакція. Поверхню пробірки чи чашки Петрі з вирощеним посівом заливають 1% розчином дилитилпарафінілдиаміну; колонії гонококів забарвлюються при цьому в пурпуровий колір.
Кожна нова партія середовища повинна бути провірена паралельно зі старою, на якій добре росли гонококи. Безпосередній посів виділень є найкращим методом, особливо при хронічній гонореї жінок, у яких звичайно буває невелика кількість гонококів і велика кількість мікроорганізмів, які швидко ростуть. Перед взяттям матеріалу на посів необхідно на 2-3 дні виключити застосування дезинфікуючих речовин і хімічну провокацію. З уретри матеріал потрібно брати через 4-5 годин після сечовипускання. У жінок із шийки матки посів краще проводити під час менструації на 2-3 день. Правильне взяття матеріалу має велике значення для результатів дослідження. У чоловіків матеріал з уретри беруть з глибини каналу платиновою петлею. У жінок матеріал для дослідження з уретри береться тупою ложечкою, з шийки матки матеріал береться гінекологічним пінцетом. Дослідний матеріал засівають на поживне середовище в пробірки або чашки Петрі, які краще до засіву підігріти у термостаті.
Приготування поживних середовищ асцит-агар
Кроляче м’ясо звільняється від жиру і сухожиль, пропускається через м’ясорубку або дрібно нарізається, зважується, заливається подвійною кількістю води і ставиться на добу в холодне місце. Потім підігрівається до кипіння, кип’ятиться 5 хв, охолоджується, фільтрується. До фільтрату додають 2, 5% агару, 1% пептону і 1% хлористого натрію, нагрівають до розчинення агару і встановлюють рН 7, 4-7, 5.
Підлужують 20% їдким натрієм. Середовище доводиться до кипіння, фільтрується, розливається у стерильні флакони і стерилізується в автоклаві 15 хв. при температурі 115°С.
Приготування м’яса-пептонного агару
Розрізане м’ясо змішується з половиною необхідної кількості води. Залишається на холоді на ніч, вранці його кип’ятять протягом 15 хв і проціджують бульйон. Потім знову кип’ятять м’ясо у воді, що залишилася, протягом 10 хв, проціджують і зливають разом обидві порції бульйону. Додають туди пептону, солі, нагрівають до кипіння і доводять рН до 8, 1. Дистильованою водою встановлюють перший об’єм. Бульйон фільтрують через паперовий фільтр. До бульйону додають 2-2, 5% дрібно нарізаного агару. Бульйон з агаром ставлять на вогонь і кип’ятять до повного розчинення агару протягом 25-30 хв. Фільтрують через ватно-марлевий фільтр.
Стерилізація; автоклавування при температурі 120°С протягом 20 хв або на водяній бані по 20 хв 3 дні підряд. Готовий м’ясо-пептонний агар повинен мати рН 7, 2-7, 4.
Основне середовище
Потрібно: 500 г рубленого кролячого м’яса, 1000 мл водопровідної води, 10 г пептону, 2 г натрію фосфорнокислого двовалентного, 3 г хлористого натрію, 20-25 г агар-агару.
Фото Капча